Каркищенко руководство по лабораторным животным

Руководство по лабораторным животным и альтернативным моделям в биомедицинских исследованиях [Текст] : учебное пособие для системы медицинского и фармацевтического послевузовского образования

Для цитирования:

Боровкова К.Е., Крышень А.А., Крышень К.Л., Петрова А.В., Макарова М.Н. Особенности работы с лабораторными животными в условиях микробиологической лаборатории. Лабораторные животные для научных исследований. 2019; 1. https://doi.org/10.29296/2618723X-2019-01-09

Введение

Лабораторные животные служат важной моделью в медико-биологических исследованиях. На протяжении всей истории науки в
экспериментах принимали участие животные. Сторонники данных экспериментов полагали, что заражение животных поможет
лучше понять природу инфекционных заболеваний. Ранние эксперименты по заражению животных представляли собой попытки
воспроизвести симптомы болезней людей. Так, А. Дейдье (1670–1746) заражал животных желчью от пациентов,
больных чумой, Ж.А. Виллемин (1827–1892) – заражал кроликов туберкулезным материалом от больных людей.
Новым этапом в исследовании инфекционных заболеваний стало выделение микроорганизмов из биологического материала
(кровь, моча, гной), добавленного в питательную среду. Доказательство наличия патогенных микроорганизмов в
биологическом материале и рост микроорганизмов в соответствующей питательной среде положило начало
«медицинской бактериологии» [1]. В XX веке благодаря работам А. Флеминга (1881–1955), Э.Б. Чейна
(1906–1979) и Г. Флори (1898–1968) был открыт пенициллин и установлен его защитный эффект против
стрептококков в эксперименте на белых мышах. Таким образом было положено начало эры лечения антибиотиками [2].

Использование животных при моделировании инфекционных заболеваний помогает ответить на важный вопрос: работает ли
фармакологическое средство в живом организме?

Исследования in vivo с использованием лабораторных животных являются ключевым переходным звеном между
оценкой in vitro противомикробной активности фармакологических средств и клиническими испытаниями.

Выбор адекватной модели лабораторного животного в микробиологических исследованиях зависит от множества факторов и
имеет следующие особенности: восприимчивость организма и иммунный статус животного, воспроизводимость модели и
рутинная техника заражения, тяжесть течения и продолжительность инфекционного заболевания, чувствительность к
химиотерапии, которые должны быть идентичными или, по крайней мере, схожими с аналогичной ситуацией у человека.

В данной статье представлены особенности работы с зараженными животными в рамках микробиологической лаборатории,
которые, на наш взгляд, имеют важное значение при проведении медико-биологических исследований.

Оснащение лаборатории при работе с зараженными животными

К помещениям содержания лабораторных животных в структуре лаборатории микробиологии предъявляются требования
биологической безопасности, соответствующие уровню лаборатории (I–IV класс опасности по СП 1.3.2322-08 или
1–4-й уровни биологической безопасности по ВОЗ).

Помещения содержания и работы с инфицированными животными, а также микробиологические комнаты должны быть оборудованы
автономными системами приточно-вытяжной вентиляции с механическим побуждением. Данные системы оснащаются фильтрами
тонкой очистки F7 класса на выходе с обязательной проверкой их защитной эффективности [3]. Такая вентиляция
обеспечивает надлежащее качество воздуха и стабильную окружающую среду, снижает риск перекрестного заражения
переносимыми по воздуху возбудителями [4].

Все работы с животными и ПБА следует проводить в боксе биологической безопасности. Ламинарный бокс предназначен для
физической изоляции (удержания и контролируемого удаления из рабочей зоны) ПБА с целью предотвращения возможности
заражения воздушно-капельным путем персонала и контаминации воздуха рабочего помещения и окружающей среды, а также
для защиты рабочих агентов внутри рабочей зоны от внешней и перекрестной контаминации.

Клетки содержания экспериментальных животных должны быть изолированы от персонала лаборатории, а также необходимо
предусмотреть возможность их деконтаминации и дезинфекции.

С этой целью оправдано использование системы индивидуально вентилируемых клеток (ИВК). ИВК-система представляет собой
установку подготовки воздуха и стеллаж со специальными клетками (см. рисунок). Следует отметить, что для работы в
микробиологической лаборатории особенно важна защита оператора и окружающей среды от зараженных животных, продуктов
их жизнедеятельности, частиц подстила. Выполнить эти требования можно благодаря динамической изоляции ИВК-систем за
счет регулирования потока воздуха с целью создания отрицательного давления, наличию силиконовых прокладок для
притирания крышки к основанию клетки, наличию микробиологических фильтров [5].

Требования, предъявляемые к персоналу

К работе с ПБА III–IV групп в лаборатории микробиологии допускаются лица не моложе 18 лет, имеющие медицинское,
ветеринарное, биологическое и иное образование, прошедшие курсы специализации с освоением методов безопасной работы
с ПБА III–IV групп.

К работе с животными допускается персонал, прошедший обучение по биологической безопасности для работы в лаборатории
микробиологии, имеющий соответствующий опыт участия в медико-биологических исследованиях. Инструктаж по соблюдению
техники биологической безопасности проводится не реже 1 раза в год.

Персонал несет ответственность за соблюдение правил содержания и использования животных. Работу персонала по
обслуживанию животных контролирует ветеринарный врач, специально подготовленный для работы с ПБА III–IV групп.

Условия содержания животных

Животных в ИВК-клетках содержат в стандартных условиях, если иное не предусмотрено в плане исследования. Корм и
подстил выбираются в зависимости от вида животных. При необходимости используют стерильные коммерческие средства
жизнеобеспечения (подстил, корм, вода) или проводят стерилизацию данных материалов в лабораторных условиях.
Оптимальным для этих целей является паровой метод стерилизации – автоклавирование. Режим стерилизации подстила
и корма подбирается индивидуально опытным путем. Важным моментом при этом является сохранение потребительских
качеств подстила и корма. При самостоятельной стерилизации материалов жизнеобеспечения необходимо проводить проверку
качества стерилизации на всех этапах: закладка химических/термических тестов при каждой загрузке автоклава, посев на
стерильность единицы партии после окончания цикла стерилизации. К работе с автоклавом допускается персонал,
прошедший обучение и имеющий документальное разрешение на работу с сосудами под давлением. Срок хранения стерильных
материалов также подбирают опытным путем. Замена подстила, корма и воды осуществляется на основании внутренних
документов, СОП и инструкций, принятых в лаборатории. Остатки корма и воды не используют повторно, их в обязательном
порядке утилизируют. В лаборатории должно быть предусмотрено отдельное помещение, склад для хранения расходных
материалов и инвентаря для животных.

В помещении содержания животных ежедневно проводят уборку и дезинфекцию, 1 раз в месяц осуществляют генеральную
уборку с использованием дезинфицирующих растворов. С целью защиты персонала от загрязненного подстила клетки чистят
в отдельном ламинарном боксе. Собранные отходы обязательно обеззараживают доступным способом (химическим или
физическим методом). Клетки моют только после предварительного обеззараживания. Стерилизация чистых клеток может
проходить разными способами – химическим путем (орошение растворами дезинфицирующих средств) или физическим
путем (влажным паром в автоклаве).

Требования, предъявляемые к животным

Стандартизация животных – важный аспект проведения медико-биологических исследований. Получение точных и
воспроизводимых результатов эксперимента возможно лишь при соблюдении стандартов и условий его проведения. Для
стандартизации лабораторных животных используют современные технологии их разведения, содержания в барьерной
системе, а также единые критерии оценки состояния их здоровья [6].

Современная классификация лабораторных животных основана на методе получения животных, наличии и надежности барьера,
уровне контроля статуса животного. В соответствии с данной классификацией выделяют 5 категорий:

• категория 1 – конвенциональные животные, содержащиеся в открытой системе;
• категория 2 – улучшенные конвенциональные животные, с неполной барьерной системой содержания;
• категория 3 – SPF (свободные от патогенной флоры) животные, содержащиеся в барьерной системе;
• категория 4 – SPF (максимально свободные от условно-патогенной флоры) животные, содержащиеся в барьерной
  системе высокой степени надежности;
• категория 5а – безмикробные (аксенные GF) животные, содержащиеся в изоляторах;
• категория 5b — гнотобиотные (категории GFX) животные, содержащиеся в изоляторах со специальным контролем.

Микробиологический статус животного является определяющим фактором для получения объективных результатов
эксперимента. Известный микробиологический статус животных позволяет оптимально выбрать условия содержания последних
при планировании эксперимента.

Федерация европейских ассоциаций по науке о лабораторных животных (FELASA) периодически публикует рекомендации по
мониторингу здоровья лабораторных животных – мышей, крыс, хомяков, морских свинок, кроликов [7, 8].

Этические принципы

Основное положение, которое обязаны соблюдать сотрудники, работающие с животными, не причинять животным ненужные
страдания и боль. Вывод животных из эксперимента должен быть гуманным и этически обоснованным.

Планирование экспериментов с соблюдением принципов «трех R»: замещение/replacement – использование
экспериментальных методов, без участия животных; совершенствование/refinement – внесение изменений в
содержание животных или дизайн эксперимента для улучшения состояния животных, или для устранения боли и дистресса;
сокращение/reduction – использование минимального количества животных в эксперименте, но достаточного для
получения необходимого объема информации [9].

Планирование и проведение работ с зараженными животными и биологическим материалом

В лабораторной практике применяют различные способы заражения экспериментальных животных: пероральное, подкожное,
внутримышечное, внутрикожное, внутривенное, интраперитонеальное, интракардиальное, интраназальное и др.

При планировании исследования с заражением животных ПБА следует учитывать следующие моменты:

• видовая восприимчивость животных к патогенам;
• способность микроорганизмов вызывать инфекционный процесс аналогичный у человека;
• выбор способа заражения при котором достигаются необходимые клинические признаки заболевания.

При выборе того или иного вида животного также следует учитывать возможность его содержания в рамках лаборатории
микробиологии. Так, проведение экспериментов на мелких лабораторных животных (мыши, крысы, хомяки, песчанки, морские
свинки) в ИВК-системе в лаборатории микробиологии является менее трудозатратным и экономически выгодным в сравнении
с аналогичными исследованиями на крупных животных (карликовые свиньи, собаки, кролики).

Умершие или эвтаназированные животные подлежат обязательному вскрытию сразу после смерти, во избежание контаминации.
Манипуляции с трупами проводятся ветеринарным врачом/патоморфологом в стерильных условиях в ламинарном боксе. По
окончании работ трупы животных, а также весь отработанный биологический материал подвергают обеззараживанию одним из
доступных способов: автоклавирование или пересыпание хлорной известью.

Для оценки показателей в соответствии с целями и задачами исследований проводят забор биологического материала.
Образцы биологического материала от зараженных лабораторных животных собирают в одноразовые стерильные контейнеры с
плотно закрывающимися крышками (первичные контейнеры). Первичные контейнеры изолируют друг от друга с помощью
подставки или штатива, чтобы предотвратить контакт между ними. Вокруг них укладывают абсорбирующий материал. При
приеме первичных контейнеров с образцами биоматериала их помещают на поднос или лоток, покрытый многослойной
марлевой салфеткой, смоченной дезинфицирующим раствором [10].

Заключение

Стандартизация условий проведения экспериментов, использование «чистых» лабораторных животных, позволяет
получить достоверные и воспроизводимые результаты. При работе с патогенными биологическими агентами необходимо
исключить риски заражения персонала лаборатории, не инфицированных животных и распространения ПБА в окружающую
среду. Работа в микробиологической лаборатории подразумевает полный контроль движения ПБА, зараженных животных и их
биоматериала. Участие в исследованиях с зараженным материалом принимают специалисты разного профиля: микробиологи,
ветеринары, патоморфологи и др. На всех уровнях эксперимента необходимо соблюдать требования биологической
безопасности. При работе с животными следует придерживаться принципов гуманной этики, не допуская мучений животных.
Несмотря на все сложности проведения экспериментов в условиях in vivo, они позволяют получить более
объективные результаты, так как чувствительность в живом организме может кардинально отличаться от проведенных
испытаний методом in vitro на исследуемых культурах.

Ишбердина Т.С. 1, Сулейманова Г.Ф. 1

1Башкирский государственный аграрный университет

Лабораторные животные – это животные, специально выращиваемые для проведения на них медицинских, ветеринарных и биологических исследований. Они служат для диагностики некоторых инфекционных заболеваний, моделирования экспериментальных острых и хронических инфекционных процессов, установления вирулентности и токсикогенности изучаемых штаммов микробов, определения активности приготовленных вакцин и исследования их на безвредность.

В настоящее время для экспериментальных исследований используют почти всех представителей животного мира: от простейших до высших человекообразных обезьян.

Лабораторные животные подразделяются на основные и дополнительные. К основным относятся: лягушки, крысы, мыши, хомяки, морские свинки, кролики. К дополнительным – птицы, полевки, лошади, обезьяны, собаки, кошки, бараны, ослы. Чаще всего для проведения лабораторных исследований используют крыс, мышей, кроликов, морских свинок, так как обладают чрезвычайно высоким обменом веществ, высокой интенсивностью роста и развития, малым размером тела, большой плодовитостью, непродолжительным сроком беременности, способностью выкармливать свое потомство в короткие сроки. Для исследований создаются специально выведенные в лабораторных условиях линии животных.

В работе с лабораторными животными к ним предъявляются определенные требования. Они должны быть здоровыми, отличаться малой величиной, доступностью при обращении с ними, дешевизной разведения и содержания.

В Башкирском Государственном Аграрном университете имеется виварий, в котором содержатся разные виды животных – это коровы, лошади, овцы, кролики, крысы. Имеются и птицы – это гуси, куры, утки.

Успешность любого эксперимента определяется соблюдением техники и методики эксперимента, а также выбором лабораторных животных. Лабораторные крысы являются наиболее распространенным видом экспериментальных животных для разработки моделей последствий острых и хронических интоксикаций, поэтому нами были использованы крысы в остром эксперименте, где изучалось влияние различных доз этанола на организм животных. Крысы содержались в специальных боксах, на обычном пищевом режиме, со свободным доступом к воде.

При работе с лабораторными животными соблюдались правила безопасности. Животных фиксировали в специальном фиксаторе, во избежание укусов. Рис. 1

В конце эксперимента проводилось вскрытие животных, при котором были обнаружены патологии.

Также мы исследовали действие пробиотиков на обменные процессы в организме кроликов, сравнивая гематологические показатели. В этом случае были выбраны кролики, так как у них более удобно можно провести взятие крови, без специальных фиксаторов. Рис. 2

Таким образом, лабораторные животные являются очень важными моделями для установления диагноза при различных заболеваниях. Для точного результата необходимо использовать физиологически полноценных лабораторных животных, соблюдая требования по их кормлению и содержанию.

Рис. 1 Лабораторная крыса в фиксаторе, с подсоединенными электродами.

Рис. 2 Взятие крови у кролика.

Библиографический список

1. Андросов Ф.З. Справочник ветеринарного лаборанта. – М.: Колос, 1981. – 238-241 с.

2. Антонов Б.И. Лабораторные исследования в ветеринарии. – М.: Агропроиздат, 1991. – 45-51 с.

3. Каркищенко Н.Н., Грачев С.В. Руководство по лабораторным животным и альтернативным моделям в биомедицинских исследованиях – М.: Профиль-2С, 2010. – 15-22 с.

Перейти к списку публикаций

Методы гуманной эвтаназии лабораторных животных.

Перспективность использования современных технологий. Вахрушин Е.В.

«Сострадание к животным так тесно связано с добротой характера,

что можно с уверенностью утверждать: кто жесток с животными,

тот не может быть добрым человеком».

А. Шопенгауэр.

Существует ряд причин, по которым лабораторные животные выводятся из эксперимента и должны быть подвергнуты процедуре эвтаназии, неотъемлемой частью которой является максимально гуманный подход и правильно подобранный метод. Данная статья объединяет в себе основные методы эвтаназии и выделяет допустимые и наиболее гуманные из них, применяемые при работе с лабораторными животными, и в первую очередь с мелкими грызунами.

В международной практике существует ряд нормативных документов и директив, которые задают вектор развития гуманного обращения с лабораторными животными. Среди основных документов можно отметить:

• Руководства и материалы Федерации европейских научных ассоциаций по лабораторным животным (FELASA, англ. Federation of European Laboratory Animals Science Associations) и Международного совета по науке о лабораторных животных (ICLAS, англ. International Council for laboratory Animal Science).
• Директива N 2010/63/ЕС Европейского парламента и Совета Европейского Союза «О защите животных, использующихся для научных целей» (Принята в Страсбурге 22.09.2010).
• Руководство по проведению эвтаназии животных «AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2020 Edition» (США).
• Руководство по эвтаназии лабораторных животных, использующихся в научных исследованиях «CCAC Guidelines on: euthanasia of animals used in science» (Канада).

Руководящие принципы действующих директив основываются на понимании необходимости соблюдения исследователем биоэтических принципов, известных как концепция «Трех R» (replacement, reduction, refinement) при планировании эксперимента и работе с использованием лабораторных животных, которая гласит:

• Replacement (Замена). Используйте альтернативные методы испытаний, например, на тканевых культурах (in vitro) в тех случаях, где это возможно. Также на помощь может прийти компьютерное моделирование уже известных процессов и их параметров. При невозможности проведения исследований без использования животных переходите ко второму «R»;

• Reduction (Уменьшение, сокращение). Сокращайте количество экспериментов до такого числа животных, при котором возможно сделать выводы о применении того или иного препарата или же продолжить в дальнейшем работу с использованием статистической обработки результатов и компьютерного моделирования процессов. Проводите тщательный анализ литературы на предмет осуществления подобных экспериментов с целью их неповторения;

• Refinement (Улучшение, совершенствование). Совершенствуйте практику работы с животными, для того чтобы снизить или вообще исключить негативные (болевые, вызывающие дискомфорт и стресс) воздействия на животное, в том числе и из-за возможных ошибок персонала. Применяйте неинвазивные (бесконтактные) процедуры там, где это возможно, улучшайте условия содержания животного во время эксперимента, после его проведения, а также обращайте внимание на соблюдение принципов гуманной безболезненной эвтаназии.

Согласно принципам гуманной экспериментальной практики, выделяют основные требования, применяемые к эвтаназии лабораторных животных: эвтаназия должна проходить безболезненно и приводить к быстрой потере сознания; сопровождаться остановкой сердца, дыхания и окончательной потерей функций мозга; применяемые методы должны быть надёжными, необратимыми и сводить к минимуму боль и эмоциональный стресс, испытываемые животным до момента потери сознания.

 
В связи с этим методы эвтаназии разделяют на следующие категории: 

• Допустимые – методы, позволяющие проводить эвтаназию животного безопасно и безболезненно (гуманно) для животного, а также безопасно для персонала;

• Условно-допустимые – методы, предполагающие соблюдение определённых условий для проведения эвтаназии, в том числе с использованием высокотехнологичного оборудования;

• Недопустимые – методы, негуманные при любых условиях, либо при которых существует большой риск для персонала.

Таблица 1. Таблица допустимых и недопустимых методов эвтаназии согласно Европейской Директиве 2010/63/EU [1].

При выборе метода и соответствующей методики эвтаназии необходимо учитывать различные факторы: видовая принадлежность животного, его размер, вес, возраст, физиологические особенности, а также навык персонала и специфику эксперимента. Стоить принять во внимание и тот факт, что разные методики могут оказать воздействие как в целом на организм, так и на отдельные органы грызуна, что может повлиять на получаемые результаты исследований. Поэтому перед экспериментом крайне важно провести оценку метода эвтаназии, отталкиваясь от следующих критериев [4]:

• Совместимость с видом, возрастом и состоянием здоровья;
• Способность конкретного метода вызывать потерю сознания и смерть без причинения боли, страданий и беспокойства;
• Время, требуемое для потери сознания;
• Надежность и необратимость;
• Совместимость с проводимым экспериментом;
• Возможность последующей оценки и использования тканей;
• Исключение вероятных ошибок персонала;
• Безопасность для персонала при выполнении процедуры;
• Эмоциональный эффект, оказываемый на персонал;
• Возможность использования специализированного оборудования.

На практике наибольшее применение получили методы эвтаназии с использованием инъекционных препаратов (напр. барбитуратов и их производных, комбинации диссоциативных агентов), с применением ингаляционных средств (углекислый газ, закись азота, изофлуран и др.), а также физические методы при исключительном условии квалификации персонала. Инъекции производных барбитуратов по характеру воздействия приводят к угнетению центральной нервной системы и при передозировке (чаще всего используется трехкратное увеличение дозы) наблюдается глубокая анестезия с последующей остановкой сердца. Однако, вероятны болезненные ощущения у животного при внутрибрюшинной инъекции, Рис. 1 [2]. Среди физических методов наиболее часто применяется цервикальная дислокация. В этом случае, при эвтаназии мышей и крыс, большой и указательный пальцы помещаются с обеих сторон шеи у основания черепа или накладывают металлический ограничитель у основания черепа, при этом другой рукой делают рывок за основание хвоста или задних конечностей, производя отрыв позвоночника от черепа [4]. Любой из вышеперечисленных методов требует обязательной подготовки персонала.

Рис. 1. Пример введения внутрибрюшинной инъекции. 

В монографии Н.Н. Каркищенко дается оценка различных методов эвтаназии по 5-ти бальной шкале, как показано в Таблице 2 [5]. Приемлемость методов оценивается по следующим показателям:

• Скорость действия агента
• Эффективность метода
• Удобство метода
• Риск для оператора
• Гуманность

В таблице приведены основные характеристики приемлемых методов эвтаназии лабораторных животных (химические методы, ингаляционные средства, физические методы) и их оценка в баллах. Таблица составлена на основании рекомендаций, которые были разработаны рабочей группой FELASA, как дополнение к Директивам Совета Европы 86/609 ЕЭС и опубликованы в разных изданиях, например: Recommendations for euthanasia of experimental animals: Part 1// Laboratory Animals 1996, vol. 30, No.4, P. 298-316; Part 2//Ibid. 1997. Vol. 31, No.1, P. 1-32.

Таблица 2. Характеристики приемлемых методов эвтаназии лабораторных животных [5].

Крайне важно учитывать влияние проведения эвтаназии и на состояние персонала. Постоянное участие в процедурах эвтаназии животных всегда откладывает отпечаток на эмоциональное и психическое состояние специалиста. Это может проявляться в виде угнетения, замкнутости, отчужденности и, как следствие, может приводить к черствой работе с животными в дальнейшем. В связи с этим, рекомендуется проводить ротацию кадров с определённой периодичностью, устраивать разъяснительные беседы и организовывать обучения. В настоящее время наблюдается курс на минимизацию участия человека в работе с лабораторными животными, а именно использование различных технологий, способных снимать показатели деятельности животного (температура, пульс, насыщение крови кислородом, активность и др.) при помощи неинвазивных методов измерения. Эти технологии имеют ряд преимуществ, как с точки зрения безопасности при работе с животными, биоэтики, так и с точки зрения исключения ошибок персоналом. Тот же вектор имеет место быть и при проведении эвтаназии. Существующие методики и технологии неинвазивного и безболезненного умерщвления животных позволяют проводить процедуру по отработанным стандартным операционным процедурам (СОПам), сводя к нулю вероятность ошибки или ненадлежащего обращения с животными.

Принимая во внимание все вышеперечисленные факторы и рекомендации, различные лаборатории и исследовательские центры начали активно изучать возможность проведения эвтаназии с использованием автоматизированных систем с подачей углекислого газа (CO₂). Выбор углекислого газа среди других возможных и допустимых газов (аргон, азот, закись азота, угарный газ) обусловлен доступностью, невысокой себестоимостью и относительной безопасностью. Умерщвление животных с помощью профессиональных и автоматизированных CO₂— камер для эвтаназии относится к условно-допустимому методу, так как требует соблюдения ряда обязательных «условий» для корректности проводимого процесса. Основные методические рекомендации по использованию углекислого газа были изложены Национальным институтом здоровья, Управление защиты лабораторных животных (National Institutes of Health, Office of Laboratory Animal Welfare). Отталкиваясь от этих рекомендаций, определён ряд критических параметров и условий при использовании автоматизированных систем для безопасной и безболезненной эвтаназии лабораторных грызунов: 

• Использование углекислого газа только из баллона. Не допускается использование сухого льда или других веществ с неконтролируемым выделением CO₂.
• Возможность визуального контроля процесса (использование прозрачных боксов).
• Защита от случайного изменения параметров эвтаназии персоналом. Программа эвтаназии должна быть защищена паролем, допуск к которому имеют заведующие лабораторией либо руководство.
• Возможность экстренной остановки процесса с незамедлительным удалением газа из камеры. При проведении ряда экспериментов животные могут более чутко ощущать наличие углекислого газа в камере, что приводит к волнению и возбуждению животных. В таком случае следует незамедлительно остановить процесс эвтаназии и либо выбрать другой допустимый метод, либо изменить скорость подачи углекислого газа в камеру.
• Невозможность одновременной эвтаназии грызунов разных подвидов.
• Исключение предварительного заполнения камеры. Было доказано, что животные ощущают резкое изменение концентрации CO₂
  в воздухе, что может привести к дистрессу.
• Постепенное контролируемое заполнение камеры углекислым газом (10-30% от объема в минуту). Заполнение камеры углекислым газом со скоростью свыше 30% объема в минуту вызывает стресс у грызунов, вплоть до болезненных ощущений. Тогда как заполнение камеры со скоростью менее 10% объема в минуту может не вызвать потерю сознания животного, что также приводит к болезненным ощущениям и состоянию беспокойства. Подобрав сочетание скорости подачи газа к объему камеры, животные не испытывают стресс и засыпают.
• Соблюдение благоприятных физических параметров и условий к микроклимату с целью избегания стресса и волнения у животных: исключение шума, вибрации, увеличения давления и грязи. Камера должна быть чистой и продезинфицированной. В идеале, животные должны подвергаться эвтаназии непосредственно в той клетке, в которой они обитают.
• Смерть животного обязательно должна быть подтверждена после проведения эвтаназии (что касается в принципе всех методов эвтаназии).
• Программируемость циклов. Процесс эвтаназии с использованием автоматизированных систем с подачей CO₂ должен быть разбит на несколько циклов: фаза предварительной фумигации камеры с определённой скоростью подачи до потери сознания животного; фаза полного заполнения камеры до 100%; фаза выдержки; фаза удаления CO₂ из камеры.
• Весь процесс должен проводиться исключительно с соблюдением техники безопасности при работе с углекислым газом.

Рис. 2 Установка для проведения эвтаназии лабораторных животных Эвтанайзер 

В заключение необходимо отметить, хотя на сегодняшний день нет единых гармонизированных требований по гуманной эвтаназии животных, а соответствующие рекомендации в разных странах могут отличаться, но имеющиеся различия весьма незначительны и основополагающими остаются рекомендации, излагаемые в Европейской директиве 2010/63/EU [1] и Руководстве по эвтаназии AVMA от 2020 года [2]. При этом многие исследовательские центры и лаборатории отмечают перспективность использования современных технологий и автоматизированных систем с подачей CO₂ газа для эвтаназии лабораторных грызунов. Данный метод является неинвазивным, приводит к безболезненной эвтаназии (животное умирает во сне) и минимизирует участие персонала и возможные ошибки.

ЛИТЕРАТУРА
1. Directive 2010/63/EU of the European parliament and of the council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes.
2. AVMA. AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2020 Edition.
3. ГОСТ 33215-2014. Межгосударственный стандарт. Руководство по содержанию и уходу за лабораторными животными правила оборудования помещений и организации процедур.
4. Рыбакова А.В., Макарова М.Н. Методы эвтаназии лабораторных животных в соответствии с Европейской Директивой 2010/63/EU. // Международный вестник ветеринарии – №2 – 2015 г. – С. 96-107.
5. Каркищенко Н.Н. Основы биомоделирования. – М.: Изд-во ВПК, 2005. – 608 с. – URL: http://www.scbmt.ru/mag/osn-bio/section_v.pdf. Резервная копия статьи на сайте awt.ru

Перейти в раздел «Оборудование для гуманной эвтаназии лабораторных животных»

Перейти к списку публикаций

1. Franco NH, Olsson IA. Scientists and the 3Rs: attitudes to animal use in biomedical research and the effect of mandatory training in laboratory animal science. Lab Anim. 2014;48(1):50–60. https://doi.org/10.1177/0023677213498717

2. Hau J, Schapiro SJ. Handbook of laboratory animal science. 3rd ed. New York: CRC Press; 2011.

3. Suckow MA, Stevens KA, Wilson RP. The laboratory rabbit, guinea pig, hamster, and other rodents. New York: Academic Press; 2012.

4. Кибл Э, Мередит А, ред. Грызуны и хорьки. Болезни и лечение. М.: Аквариум-Принт; 2013. [Keeble E, Meredith A, eds. Rodents and ferrets. Diseases and treatment. Moscow: Aquarium Print; 2013 (In Russ.)]

5. Turner PV, Brabb T, Pekow C, Vasbinder MA. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 2011;50(5):600–13. PMID: 22330705

6. Макарова МН, Рыбакова АВ, Гущин ЯА, Шедько ВВ, Мужикян АА, Макаров ВГ. Анатомо-физиологическая характеристика пищеварительного тракта у человека и лабораторных животных. Международный вестник ветеринарии. 2016;(1):82–104. [Makarova MN, Rybakova AV, Gushchin YaA, Shed’ko VV, Muzhikyan AA, Makarov VG. Anatomical and physiological characteristics of digestive tract in humans and laboratory animals. Mezhdunarodny vestnik veterinarii=International Bulletin of Veterinary Medicine. 2016;(1):82–104 (In Russ.)]

7. Гущин ЯА, Мужикян АА, Шедько ВА, Макарова МН, Макаров ВГ. Сравнительная анатомия верхнего отдела желудочно-кишечного тракта экспериментальных животных и человека. Международный вестник ветеринарии. 2017;(3):116–29. [Gushchin YaA, Muzhikyan AA, Shed’ko VV, Makarova MN, Makarov VG. Comparative anatomy of the upper gastrointestinal tract of experimental animals and humans. Mezhdunarodny vestnik veterinarii=International Bulletin of Veterinary Medicine. 2017;(3):116–29 (In Russ.)]

8. Mule F, Amato A, Serio R. Gastric emptying, small intestinal transit and fecal output in dystrophic (MDX) mice. J Physiol Sci. 2010;60(1):75–9. https://doi.org/10.1007/s12576-009-0060-8

9. Wang SC, Lu KY, Chen SM, Young TK. Gastric emptying and intestinal transit of liquid and solid markers in rats with chronic uremia. Chin J Physiol. 2001;44(2):81–7. PMID: 11530948

10. Макарова МН, Крышень КЛ, Алякринская АА, Рыбакова АВ, Макаров ВГ. Характеристика микрофлоры кишечника у человека и лабораторных животных. Международный вестник ветеринарии. 2016;(4):97–105. [Makarova MN, Kryshen KL, Alyakrinskaya AA, Rybakova AV, Makarov VG. Characteristics of the intestinal microflora in humans and laboratory animals. Mezhdunarodny vestnik veterinarii=International Bulletin of Veterinary Medicine. 2016;(4):97–105 (In Russ.)]

11. Manning PJ, Ringler DH, Newcomer CE, eds. The biology of the laboratory rabbit. 2nd ed. San Diego: Academic Press; 1994.

12. Wolfensohn S, Lloyd M. Handbook of laboratory animal management and welfare. Oxford: Blackwell Publishing Ltd; 2003.

13. Diehl KH, Hull R, Morton D, Pfister R, Rabemampianina Y, Smith D, et al. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J Appl Toxicol. 2001;21(1):15–23. PMID: 11180276

14. Hankenson FC. Critical care management for laboratory mice and rats. New York: CRC Press; 2013.

15. Fox J, Barthold S, eds. The mouse in biomedical research: normative biology, husbandry, and models. 2nd ed. Elsevier; 2007.

16. Западнюк ИП, Западнюк ВИ, Захария ЕА, Западнюк БВ. Лабораторные животные. Разведение, содержание, использование в эксперименте. 3-е изд. Киев: Вища школа; 1983. [Zapadnyuk IP, Zapadnyuk VI, Zakhariya EA, Zapadnyuk BV. Laboratory animals. breeding, maintenance, use in the experiment. 3rd ed. Kiev: Vishcha shkola; 1983 (In Russ.)]

17. Каркищенко НН, Грачев СВ, ред. Руководство по лабораторным животным и альтернативным моделям в биомедицинских исследованиях. М.: Профиль-2С; 2010. [Karkishchenko NN, Grachev SV, eds. Guidance on laboratory animals and alternative models in biomedical research. Moscow: Profile-2S; 2010 (In Russ.)]

18. Clemons DJ, Seeman JL. The laboratory guinea pig. 2nd ed. New York: CRC Press; 2011.